Diagnostik: Methoden und Material

Parasit: Entamoeba histolytica

Methode: ELISA, IFAT

Sensitivität: > 98% bei Abzessen in der Leber

Spezifität: > 97%

Grenzwert ELISA: < 0.40 negativ, 0.40-0.79 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IFAT: < 320 negativ, 320 unsicher, ≥ 640 positiv; Einheit: reziproker Titer

Hinweis: Unsichere Titer sollten nach 1 Woche kontrolliert werden. Posttherapeutisch ist innerhalb weniger Tage ein starker Titeranstieg zu beobachten. Ein deutlicher Abfall eines positiven Titers ist erst ca. 6 Monate nach Therapie festzustellen. Bei nicht-invasiver intestinaler Amoebiasis ist die Serologie fast immer negativ. Bei einem Leberabszess sind intestinale Infektionen mikroskopisch meist nicht mehr nachweisbar. Für den Nachweis der Amöben im Punktat ist die PCR wesentlich erfolgversprechender als die mikroskopische Untersuchung.

Parasit: T. cruzi

Methode: ELISA, IFAT

Sensitivität: 95%

Spezifität: 95%, Kreuzreaktionen möglich mit afrikanischen Trypanosomen, Leishmanien und Malaria.

Grenzwert ELISA: < 0.30 negativ, 0.30-0.49 unsicher, ≥ 0.50 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer

Hinweis: Die Serologie ist besonders in der chronischen Phase der Krankheit die Methode der Wahl. Für den Nachweis einer intra-uterinen Übertragung während der Schwangerschaft empfehlen wir die Untersuchung von Nabelschnurblut mittels PCR.

Parasit: Leishmania donovani complex

Methode: IFAT

Sensitivität: > 96% . Bei einer Infektion nach Immunsuppression wird oft nur eine schwache Immunantwort gebildet, so dass die Sensitivität auf ca. 60% sinkt.

Spezifität: Kreuzreaktionen möglich mit hochtitrigen Chagas- und Malaria-Seren.

Grenzwert IFAT: < 80 negativ, 80 unsicher, ≥ 160 positiv; Einheit: reziproker Titer

Hinweis: Im Falle einer erfolgreichen Therapie lässt sich bei ca. 70% der Patienten 2 Monate nach Therapie-Ende ein Titerabfall feststellen. Eine kutane Leishmaniose wird serologisch nur ausnahmsweise erfasst. Als Alternativen bieten sich PCR oder in vitro Kultur an.

Parasit: Plasmodium spp.

Methode: ELISA, IFAT

Sensitivität: > 98%

Spezifität: Kreuzreaktionen möglich mit Leishmaniose-, Chagas- und Schlafkrankheits-Seren.

Grenzwert ELISA: < 0.15 negativ, 0.15-0.29 unsicher, ≥ 0.30 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IFAT: < 40 negativ, 40 unsicher, ≥ 80 positiv; Einheit: reziproker Titer

Hinweis: Antikörper können erst 1 Woche nach dem ersten Fieberschub nachgewiesen werden, weshalb die Serologie zur Diagnose einer akuten Malaria ungeeignet ist. Differenzierung verschiedener Malaria-Arten ist serologisch nicht möglich. Antikörper können Monate bis Jahre persistieren. Zusätzlich Blutausstrich und dicker Tropfen, PCR!

Parasit: Trypanosoma brucei

Methode: IFAT

Sensitivität: 98% für T.b. rhodesiense, 90% für T.b. gambiense

Spezifität: Kreuzreaktionen möglich mit Chagas-, hochtitrigen Leishmaniose- und Malaria-Seren.

Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer

Hinweis: Antikörper können ca. 2 Wochen nach dem infektiösen Stich nachgewiesen werden.

in den gemässigten Breiten erworbene Infektionen

• Trichinellose (Trichinella spiralis)
• Toxocarose
• Fasciolose (Fasciola hepatica)
• Strongyloidose (Strongolides spp.)

in den Tropen und gemässigten Breiten erworbene Infektionen

• Trichinellose (Trichinella spiralis)
• Toxocarose
• Fasciolose (Fasciola hepatica)
• Schistosomiasis (S. mansoni Adult-Ag, S. mansoni Ei-Ag)
• Filariosen
• Strongyloidose (Strongolides spp.)

Parasit: Angiostrongylus cantonensis (Ratten-Lungenwurm)

Methode: Western Blot

Sensitivität: Die Sensitivität hängt stark vom Stadium der Infektion ab. Bei entsprechender Klinik und Anamnese wird empfohlen, die Untersuchung nach 1-2 Wochen zu wiederholen, da die Reaktion mit der spezifischen Bande in der akuten Phase oft gar nicht oder relativ spät nachweisbar ist. So kann die Sensitivität bei rekonvaleszenten Patienten bis auf 99% gesteigert werden.

Spezifität: Kreuzreaktionen mit anderen Helminthen Antikörpern möglich, z.B. Toxocara, Gnathosthoma, Strongyloides.

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Bei Neuroangiostrongyliasis kommt es zur eosinophilen Meningitis. Spezifische Antikörper können auch im Liquor nachgewiesen werden. Im Liquor findet sich oft eine Hyperleukozytose mit >10% eosinophilen Granulozyten.

Parasit: Fadenwurm (Heringswurm), roher Salzwasser-Fisch

Methode: Western Blot

Sensitivität: 92%

Spezifität: 99%

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Die Verdachtsdiagnose einer Anisakiasis muss bei Verdauungsbeschwerden nach Verzehr von rohem Fisch oder Meeresfrüchten in Betracht gezogen werden. Starke klinische Symptome können nach 24-48h auftreten. Zu diesem Zeitpunkt sind serologische Untersuchungen noch nicht sinnvoll.

Parasit: Echinococcus granulosus (Hundebandwurm)

Methode: ELISA, IHA

Sensitivität: > 95% bei Leberinfektionen. Tiefe Sensitivität bei Infektion anderer Organe ohne Leberbeteiligung.

Spezifität: Kreuzreaktionen bekannt mit E. mulitlocularis und Zystizerkose.

Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IHA: 64 negativ, 128 unsicher, ≥ 256 positiv

Hinweis: Der Einsatz mehrerer Tests erlaubt in den meisten Fällen eine zuverlässige Differenzierung zwischen E. granulosus und E. multilocularis (EM2 und EMG11 Test).

Parasit: Echinococcus multilocularis (Fuchsbandwurm), Echinococcus granulosus (Hundebandwurm)

Methode: Western Blot

Sensitivität: 97%

Spezifität: 95%, Kreuzreaktionen mit Zystizerkose-Seren möglich.

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Bildgebende Verfahren sind für die definitive Diagnose sehr empfohlen. Der Western Blot erfasst Infektionen mit Echinokokkus granulosus und Infektionen mit Echinokokkus multilocularis. Durch spezifische Bandenmuster kann die Spezies in 75-80% der Echinokokkosen differenziert werden.

Parasit: Fasciola hepatica (gr. Leberegel)

Methode: ELISA, IFAT

Sensitivität: 99%

Spezifität: Das Fasciola-Antigen ist hochspezifisch (99%), aber Fasciolose-Seren können mit vielen anderen Helminthen-Antigenen kreuzreagieren!

Grenzwert ELISA: < 0.30 negativ, 0.30-0.49 unsicher, ≥ 0.50 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer

Hinweis: Die Serologie ist die Methode der Wahl in der Frühphase der Infektion. Die Präpatenz, in der noch keine Eier nachgewiesen werden können, dauert ca. 3 Monate!

Stuhluntersuchung: Eier im Stuhl

Parasit: Filarien (Fadenwurm), Wucheria bancrofti, Brugia malayi, Loa loa, Onchocerca volvulus, Mansonella perstans

Methode: ELISA, IFAT, RDT

Sensitivität: 95-99%

Spezifität: 70% (ELISA), 93-100% (IFAT)

Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer

Hinweis: Starke Kreuzreaktionen mit Strongyloides, leichtere mit Echinokokkus. Eine Artdifferenzierung ist im ELISA/IFAT nicht möglich. Hierfür ist eine mikroskopische Blutuntersuchung (Abnahmezeitpunkt beachten!) oder ein gezielter Ag-Nachweis (W. bancrofti) oder Ak-Nachweis (B. malayi) durchzuführen.

Parasit: Wucheria bancrofti

Methode: W. bancrofti Antigen Nachweis, ELISA (Og4C3)

Sensitivität: 98%*

Spezifität: 98%

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Der Test detektiert zirkulierendes Antigen von adulten Würmern, welches auch tagsüber nachgewiesen wird. Die Antigenmenge korreliert mit der Parasitenlast.

* die Sensitivität beträgt ~100% mit einer Mikrofilariendichte von > 30 Mikrofilarien/ml Blut und fällt auf < 75% mit einer sehr niedrigen Mikrofilariendichte oder Abwesenheit von Mikrofilarien.

Parasit: Brugia malayi

Methode: B. malayi Ak Nachweis (IgG4), Rapid Test

Sensitivität: 92-99%

Spezifität: 97-99%

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Der Test detektiert Antikörper gegen B. malayi und gegen B. timori.

Parasit: Gnathostoma spp.

Methode: Western-Blot (G. spinigerum-Antigen)

Sensitivität: höchste Sensitivität für Infektionen aus dem asiatischen Raum. Die Sensitivität kann (muss aber nicht) bei Infektionen aus Zentral-/Südamerika erniedrigt sein.

Spezifität: 94%

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Die Sensitivität des Western Blots mit G. spinigerum-Antigen kann bei Infektionen aus Zentral- und Südamerika niedriger sein als bei Infektionen aus dem asiatischen Raum. Bitte geben Sie auf dem Auftragsformular an, in welchem Land/Region sich die Person zuvor aufgehalten hat und ob roher Fisch konsumiert wurde. Ein Western Blot mit G. binucleatum-Antigen kann bei vorheriger Exposition in Zentral- und Südamerika als wissenschaftliche Analyse zusätzlich durchgeführt werden, um die Sensitivität zu erhöhen.

Parasit: Paragonimus spp. (Lungenegel)

Methode: Western-Blot

Sensitivität: >95%

Spezifität: >95%

Referenzbereich: negativ

Parasit: Schistosoma spp.

Methode: ELISA, IFAT

Sensitivität: 98% für die Gesamtinterpretation aller 3 Tests. Die Sensitivität ist für S. mansoni etwas höher wie für S. haematobium.

Spezifität: Kreuzreaktionen werden vor allem im Ei-Ag ELISA mit Trichinella und Capillaria hepatica beobachtet.

Hinweis: Eine Artdifferenzierung ist im ELISA nicht möglich. Die Serologie ist speziell für die Frühphase der Infektion die Methode der Wahl. Antikörper (IgG) können nach Behandlung über Jahre (>10 Jahre!) persistieren.

Grenzwert ELISA Adult Ag: < 0.15 negativ, 0.15-0.29 unsicher, ≥ 0.30 positiv; Einheit: OD

Grenzwert ELISA Ei Ag: < 0.30 negativ, 0.30-0.59 unsicher, ≥ 0.60 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IFAT: < 80 negativ, 80 unsicher, ≥ 160 positiv; Einheit: reziproker Titer

Urinfiltration: Eier von S. heamatobium nachweisbar.

Stuhluntersuchung: Eier im Nativstuhl

CCA-Test: zirkulierendes Antigen im Urin

Akute Schistosomiasis: Katayama-Fieber, 4-8 Tage nach Infektion, Fieber, Schüttelfrost, Kopfschmerz, Durchfall, Husten

Chronische Schistosomiasis: häufig ohne Symptome, evtl. Fieber, Durchfall, Abdominalschmerzen, Organschäden, Gewebsvernarbungen
 

Parasit: Strongyloides stercoralis, Zwergfadenwurm

Methode: ELISA

Sensitivität: 95%

Spezifität: 84%, starke Kreuzreaktionen mit Filarien-Seren, leichte mit Echinokokken-Seren.

Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD

Parasit: Strongyloides stercoralis, Zwergfadenwurm

Methode: ELISA (S. papillosus-Antigen), Bestätigungstest

Sensitivität: 94%

Spezifität: 93-96%

Grenzwert ELISA: < 0.8 negativ, 0.8-1.0 unsicher, ≥ 1.1 positiv; Einheit: Ratio

Hinweis: Bei einem positiven serologischen Befund sollte der Parasitennachweis im Stuhl angestrebt werden. Bei erfolgreicher Therapie wird innerhalb von 9-12 Monaten ein markanter Titerabfall festgestellt. Die Serologie ist deshalb auch zur Behandlungskontrolle empfohlen.

Stuhluntersuchung (Nativstuhl): Koga-Agar u Baermann-Konzentration: Larvenmigration aus Frischstuhl

PCR: Nachweis von Strongyloides stercoralis aus Frischstuhl
 

Parasit: Toxocara canis (Hundespulwurm), Toxocara cati (Katzenspulwurm)

Methode: ELISA

Sensitivität: 95-99%

Spezifität: 85-96%%

Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD

Hinweis: Antikörper können über Jahre persistieren.

Symptome: Meist asymptomatisch. Fieber, abdominelle Schmerzen, Hepatomegalie, Splenomegalie, pulmonale Symptome, meist Leukozytose und Eosinophilie, erhöhtes IgE oder Augenbefall in Retina ohne allgemeine Symptome und ohne Eosinophilie.

Parasit: Trichinella spiralis

Methode: ELISA, IFAT

Sensitivität: 90%, die Sensitivität ist abhängig von der Stärke des Befalls.

Spezifität: 99%, leichte Kreuzreaktivität mit Schistosomiasis möglich.

Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD

Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer

Parasit: Taenia solium (Schweinebandwurm)

Methode: Western Blot

Sensitivität: > 95%, die Sensitivität ist abhängig von der Anzahl der Cysitcerci und liegt bei einer einzelnen Läsion tiefer als bei multiplem Befall.

Spezifität: > 99%

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Die Untersuchung kann bei neurologischer Symptomatik auch mit Liquorproben durchgeführt werden.

Parasit: Dengue-Virus

Methode: Schnelltest; Nachweis von IgG und IgM gegen Dengue-Antigen im Serum, Rapid Test (Immunchromatographischer Nachweis)

Sensitivität: In der Frühphase der Infektion können oft kaum Antikörper nachgewiesen werden. Die Sensitivität steigt aber bis auf 97%, wenn der Test nach einer Woche wiederholt wird.

Spezifität: Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind häufig.

Referenzbereich: negativ

Hinweis: IgM Antikörper sind gegen Ende der febrilen Phase nachweisbar, IgG erst in der Rekonvaleszenz. Eine Wiederholung eines initial negativen Tests zu diesem Zeitpunkt kann eine allfällige Serokonversion erfassen. Mittels PCR können Viren während der febrilen Phase nachgewiesen werden; sobald Antikörper nachgewiesen werden, wird die PCR negativ!

Parasit: Brugia malayi

Methode: B. malayi Ak Nachweis (IgG4), Rapid Test

Sensitivität: 92-99%

Spezifität: 97-99%

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Der Test detektiert Antikörper gegen B. malayi und gegen B. timori. Der Test funktioniert nur bei mikrofilarämischen Patienten. Die Blutprobe kann zu einem beliebigen Zeitpunkt abgenommen werden.

Parasit: Wuchereria bancrofti

Methode: W. bancrofti-Antigennachweis, ELISA (Og4C3)

Sensitivität: 98%*

Spezifität: 98%

Referenzbereich: negativ

Hinweis: Der Test detektiert zirkulierendes Antigen von adulten Würmern, welches auch tagsüber nachgewiesen wird. Die Antigenmenge korreliert mit der Parasitenlast. 

* die Sensitivität beträgt ~100% mit einer Mikrofilariendichte von > 30 Mikrofilarien/ml Blut und fällt auf < 75% mit einer sehr niedrigen Mikrofilariendichte oder Abwesenheit von Mikrofilarien.

Parasit: Plasmodium spp.

Methode: Mikroskopische Untersuchung von Dickem Tropfen und Blutausstrich.

Material: 2 ml EDTA-Blut per Express. Bei Kleinkindern kann auch ein EDTA-Mikrotainer abgenommen werden. Es wird empfohlen, ungefärbte Dicke Tropfen und Ausstriche mitzuschicken. Die Blutentnahme sollte vor Therapiebeginn erfolgen.

Hinweis: Die Suche nach Malariaparasiten ist eine Notfalluntersuchung. Bitte vorgängig das Labor (061 2848 261) oder den Dienstarzt (061 2848 255) informieren. Bei der Untersuchung wird die Spezies und die Parasitaemie bestimmt. Die Nachweisgrenze liegt bei ca. 10 Parasiten/ ul Blut. Ein negatives Ergebnis schliesst deshalb eine Malaria nicht aus und die Untersuchung muss bei persistierendem Verdacht wiederholt werden. Das Resultat wird immer telefonisch gemeldet.

Methode: Mikroskopischer Nachweis der Mikrofilarien nach Hämolyse.

Material: 5 ml EDTA-Blut. Der Zeitpunkt der Blutentnahme ist sehr wichtig, weil die Mikrofilarien im peripheren Blut eine Periodizität aufweisen.

Der Erregernachweis gelingt bei lymphatischen Filariosen im Nachtblut (Abnahme um Mitternacht), bei Loa loa im Tagblut (Abnahme um die Mittagszeit).

Methode: Mikroskopischer Parasitennachweis mittels Kombination zweier Anreicherungsverfahren für optimale Sensitivität: SAF-Konzentration für Protozoen und Sedimentation für Helminthen.

Material: Aprikosengrosse Probe Frischstuhl. Ein genügend grosses Probenvolumen ist wichtig für eine hohe Sensitivität des Nachweises.
 

Methode: Mikroskopische Untersuchung von Frischstuhl auf Wurmeier nach einem Konzentrationsverfahren (Sedimentation). Die Sensitivität ist im Allgemeinen höher als mit der SAF-Methode.

Material: Aprikosengrosse Frischstuhlprobe. Ein genügend grosses Probenvolumen ist wichtig für eine hohe Sensitivität des Nachweises.

Hinweis: Falls Würmer oder Proglottiden (Bandwurmglieder) im Stuhl beobachtet wurden, bitte in separatem Gefäss in physiologischer NaCl (0.9%) einsenden.

Baermann und Koga

Methode: Nachweis der Wurm-Larven mittels Kombination eines Auswanderungsverfahrens (Baermann-Methode) und einer Stuhlkultivation über 48h (Koga-Agar).

Material: Aprikosengrosse Frischstuhlprobe. Ein genügend grosses Probenvolumen ist wichtig für eine hohe Sensitivität des Nachweises.

Hinweis: Der Erregernachweis ist wegen der geringen Anzahl und der unregelmässigen Ausscheidung der Larven oft schwierig zu erbringen. Bei persistierendem Verdacht wird empfohlen die Untersuchung zu wiederholen.

Methode: Mikroskopische Stuhluntersuchung nach Anreicherungsverfahren.

Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.

Hinweis: Viele Parasiten werden unregelmässig ausgeschieden. Die Untersuchung ist darum bei symptomatischen Patienten mit negativem Ergebnis zu wiederholen. Die Sensitivität einer einzelnen Untersuchung ist je nach Parasiten verschieden. Sie beträgt bei Spul- und Peitschenwürmern ca. 90%, bei Giardia lamblia 75% (bei 3 Proben > 98%) und bei Entamoeba histolytica/dispar 60% (3 Proben ca. 94%).

Methode: Mikroskopische Stuhluntersuchung nach Anreicherungsverfahren und modifizierter Ziehl-Neelson-Färbung.

Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.

Hinweis: Die Sensitivität variiert mit der Konsistenz der Probe und ist bei harten Stühlen geringer als bei Durchfallstuhl.

Methode: Mikroskopische Stuhluntersuchung nach Anreicherungsverfahren und modifizierter Ziehl-Neelson-Färbung.

Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.

Methode: Nachweis von spezifischen Antigenen im Stuhl (Rapid Test Xpect Giardia, remel).

Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.

Hinweis: Empfohlen nur zur Therapiekontrolle oder zur gezielten Suche nach Giardia lamblia. Die Sensitivität einer Untersuchung liegt bei ca. 90% und ist damit höher als bei einer einzelnen Stuhluntersuchung (75%).

Methode: Mikroskopische Untersuchung von Stuhl oder Urin nach Anreicherung und modifizierter Chromotrop-Färbung.
Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung oder

Methode: Nachweis der Parasiten mittels in vitro Kultur.

Material: Aspirate, Biopsien oder Punktate. EDTA-Blut ist nicht geeignet!

Hinweis: Material möglichst steril entnehmen und PER EXPRESS einsenden. Bei stark blutigen Biopsien (Knochenmark) Gerinnungshemmer zugeben (EDTA). Biopsien kutaner Leishmaniosen vom Wundrand, nicht vom nekrotisierten Gewebe entnehmen und in sterile physiologische NaCl (0.9%) geben. Biopsien dürfen gekühlt, aber nie gefroren werden. Bei positivem Befund ist das Ergebnis in wenigen Tagen zu erwarten Bei negativem Befund oder schlechtem Material in 10-12 Tagen.

PCR: 1) Alte/Neue Welt Leish PCR, 2) Spezies-Typisierung mit Restriktionsenzymen.

Methode: Mikroskopischer Nachweis von Mikrofilarien im Urin nach Filtration.

Material: Spontan-Urin gesammelt über 24 Stunden.

Methode: Mikroskopischer Nachweis von Oxyuren Eiern (Enterobius vermicularis) mittels Klebstreifen auf Objektträger.

Hinweis: Es ist unbedingt darauf zu achten, dass ein durchsichtiger und kein matter Klebstreifen verwendet wird. Der Perianal-Abdruck mittels Klebstreifen soll morgens vor der ersten Defäkation und vor dem Duschen durchgeführt werden. Der Klebstreifen kann direkt auf einen Objektträger geklebt und eingesandt werden.

Methode: Mikroskopische Untersuchung

Hinweis: Biopsien und Proglottiden nicht fixieren. Würmer, Myiasen, etc. in physiologischer NaCl einsenden. Sediment von SAF-Konzentrationen in kleinem Flüssigkeitsvolumen in kleinem Röhrchen (NUNC) einsenden.

Material: Ganze Urinprobe (Spontanurin) von spätvormittags

Methode: Mikroskopischer Nachweis von Schistosoma haematobium Eiern im Urin nach Filtration.

Hinweis: Der Urin sollte zwischen 10:00 Uhr und 13:00 Uhr gelöst werden. Ideal ist eine vorausgehende sportliche Aktivität, wie z.B. Treppensteigen. Die Eier werden unregelmässig ausgeschieden. Die Untersuchung ist deshalb im Falle eines negativen Befundes bei symptomatischen Patienten zu wiederholen.

Methode: Nachweis der DNA bzw. RNA von 4 Protozoen, 13 Bakterien und 5 Viren.

Material: Fecal Swab oder Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: Folgende Spezies werden nachgewiesen: Cryptosporidium spp., Cyclospora cayetanensis, Entameoba histolytica, Giardia lamblia, Campylobacter spp. (C. jejuni/coli/upsalensis), Clostridium difficile A/B, EAEC, EIEC/Shigella, EPEC, ETEC lt/st, Plesiomonas shigelloides, Salmonella spp., STEC stx1/stx2 (shigella-like toxin producing E. coli), STEC serovar O157:H7, Vibrio cholerae, Vibrio parahaemolyticus, Vibrio vulnificus, Yersinia enterocolitica, Adenovirus F40/41, Astrovirus, Norovirus GI/GII, Rotavirus A, Sapovirus.

Bei positivem Bakterienbefund wird die Probe zur Resistenzprüfung in ein Dritt-Labor weitergeschickt. Bei Verdacht einer chronischen Protozoen-Infektion empfehlen wir das Protozoen Panel wegen der intensiveren Extraktionsmethode, die speziell für Zysten abgestimmt wurde.

Methode: Nachweis der DNA von 13 Protozoen

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich. Nachweis aus Fecal Swab nicht validiert.

Hinweis: Folgende Spezies werden nachgewiesen: Blastocystis hominis, Cyclospora cayetanensis, Cystoisospora belli, Cryptosporidium spp., Entamoeba histolytica, E. dispar, E. polecki, E. moshkovskii, Dientamoeba fragilis, Giardia lamblia, Microsporidia spp. (Enterocytozoon bieneusi, Encephalitozoon spp., Vittaforma corneae)

Methode: Nachweis der DNA von 9 Helminthen

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl und Fecal Swab nicht möglich.

Hinweis: Folgende Spezies werden nachgewiesen: Ancylostoma spp., Ascaris spp., Enterobius vermicularis, Hymenolepis spp. Necator americanus, Strongyloides spp., Taenia spp., Trichuris trichiura.

Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Duplex real-time PCR zum Nachweis von frei-zirkulierende DNA (ccfDNA) im Serum von S. mansoni und S. haematobium und Screening real-time PCR für den Nachweis von Schistosoma spp. Eiern aller Arten im Stuhl oder Urin.

Material: 2ml Serum/Plasma für den Nachweis von ccfDNA von S. mansoni und S. haematobium. Frischstuhl (haselnussgross) oder 50ml Urin für den Nachweis von Schistosoma spp. oder S. mansoni/S. haematobium Eiern. Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: ccfDNA wird kontinuierlich vom Parasiten ausgeschieden und zirkuliert anschliessend im Blut. Nach Behandlung steigt die ccfDNA des Parasiten im Serum an (Abbau vom Parasit). Nachkontrollen sollten somit erst 6 Monate nach Behandlung durchgeführt werden.

Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Nachweis des Parasiten mittels real-time PCR.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Methode: Nachweis der Parasiten mittels PCR und Sequenzierung.

Material: Cornea-Abstrich bzw. Abkratzpräparat, Kontaktlinsen, Kontaktlinsenbehälter.

Hinweis: Diese Analyse wird extern in Auftrag gegeben (Fremdleistung).

Methode: Nachweis des Parasiten mittels real-time PCR.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: B. hominis ist ein fakultativ pathogener Erreger.

Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Nachweis des Parasiten mittels Duplex real-time PCR. Es werden Cryptosporidium hominis/parvum von unbekannten Cryptosporidium spp. unterschieden.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: Mithilfe einer Amplifikation bestimmter DNA-Abschnitte (18SrRNA) und anschliessender Sequenzierung kann die genaue Cryptosporidium-Spezies bestimmt werden.

Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Nachweis des Parasiten mittels real-time PCR.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Nachweis des Parasiten mittels real-time PCR.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Nachweis des Parasiten mittels real-time PCR.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: D. fragilis ist ein fakultativ pathogener Erreger.

Methode: Zwei Duplex real-time PCRs zur Differenzierung zwischen E. histolytica, E. dispar, E. moshkovskii und E. polecki

Material: Frischstuhl (haselnussgross), Punktionsflüssigkeit. Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: Die Unterscheidung zwischen der pathogenen Art E. histolytica und der apathogenen Arten E. dispar, E. moshkovskii und E. polecki kann am Mikroskop nicht gemacht werden. Sie ist aber wichtig in Fällen von therapieresistenten intestinalen Infektionen, bei Immunsuppression oder bei Schwangerschaft.

Methode: Nachweis des Parasiten mittels real-time PCR.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.

Hinweis: DNA-Überreste vom Parasiten können über mehreren Tagen im Stuhl nachgewiesen werden. Nachkontrollen werden ca. 2 Monate nach Behandlung empfohlen.

Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung der Spezies durch Sequenzierung des HSP70 Gens.

Material: 0.2-0.5 cm3 Biopsie (am Rande der Wunde) in physiol. NaCl, 1ml Knochenmarkspunktat mit EDTA.

Hinweis: Der Nachweis gelingt selten auch an in Paraffin eingebetteten Präparaten.

Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung der Spezies durch Sequenzierung. Erfasst werden Enterocytozoon bieneusi, Encephalitozoon cunicul, E. hellem, E. intestinalisk und Vittaforma corneae.

Material: Frischstuhl (haselnussgross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich. Bei Verdacht auf V. corneae Infektion kann auch Augensekret, Cornea-Abstrich bzw. Abkratzpräparat eingeschickt werden.

Hinweis: Mit einer diagnostischen Sensitivität von 79% kann mithilfe einer Amplifikation bestimmter DNA-Abschnitte (ITS) und anschliessender Sequenzierung die Mikrosporidien Spezies bestimmt werden. 

Der Nachweis von V. corneae ist zurzeit nicht akkreditiert.

Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung aller humanpathogene Plasmodium Arten (P. falciparum, P. vivax, P. malariae, P. ovale, P. knowlesi) mittels spezies-spezifischer real-time PCR.

Material: 1ml EDTA-Blut. Im Bedarfsfall kann die Bestimmung auch von einem gefärbten Ausstrich durchgeführt werden. Dabei ist mit einer Einbusse der Sensitivität zu rechnen.

Hinweis: Ideale Methode zur Identifikation der Spezies, wenn dies morphologisch und mikroskopisch nicht möglich ist (anbehandelte Malaria, Abklärung von Mischinfektionen). PCR ist wegen dem Zeitaufwand nicht als Notfalldiagnostik geeignet. Hierzu Dicken Tropfen und Blutausstrich durchführen (telefonische Anmeldung)!

Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung der Trypanosoma Subtypen mittels spezies-spezifischer Duplex real-time PCR zur Identifizierung der human-pathogenen Erreger.

Material: 1ml EDTA-Blut.

Hinweis: Tierpathogene Trypanosoma (Trypanosoma evansi, Trypanosoma b. brucei, Trypanosoma equiperdum) werden auch von der Screening real-time PCR erfasst, stellen jedoch keine Gefahr für den Menschen dar. Nachweis im Liquor ist ebenfalls möglich, jedoch nicht akkreditiert.

Methode: Nachweis von Trypanosoma cruzi mittels real-time PCR.

Material: Nabelschnurblut mit EDTA versetzt.

Hinweis: Die Methode dient primär zum Nachweis der Übertragung von Mutter/Kind in utero. Die Sensitivität zum Nachweis einer Infektion beim Adulten ist geringer, da hier die Parasiten hauptsächlich intrazellulär in Muskelzellen anzutreffen sind.

Methode: Generische Screening-PCR von Wurmbestandteilen und anschliessende Sequenzierung zur Speziesbestimmung.

Material: Ganzer Wurm oder Wurmgewebe in physiol. NaCl Lösung.

Hinweis: Diese Screening-PCRs sind von tiefer Sensitivität und benötigen ganze Wurmbestandteile (z.B. Proglottid, Anisakis Biospie, Sparganose).

Diese Untersuchung ist nicht akkreditiert.